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粪便病毒组移植减轻2型糖尿病和肥胖症模型小鼠的相关症状

供稿人：张行

文章标题：Faecal virome transplantation decreases symptoms of type 2 diabetes and obesity in a murine model

期刊/影响因子：《Gut》，19.819

DOI: 10.1136/gutjnl-2019-320005

发表时间：2020-03

通讯作者：Mr Torben sølbeck rasmussen

1 研究概述

1.1 研究现状  肥胖和2型糖尿病（T2D） 与肠道微生物群的失衡有关，且有研究表明，来自瘦型个体的粪菌移植（FMT）在治疗肥胖和T2D具有可观的应用前景，无菌过滤的供体粪菌悬液（含有肠道病毒，不含细菌，在此定义为FVT）能治愈复发性艰难梭菌感染的患者。

1.2 本研究的重要发现  在饮食诱导的肥胖小鼠模型中，对其进行来自瘦供体的FVT后，肥胖小鼠的体重增加减少，血浆葡萄糖耐量恢复正常，FVT显著改变了受体小鼠的肠道细菌和病毒的微生物组成、血浆代谢组，以及与肥胖和T2D相关的基因表达谱。最后，若在FVT前用抗生素（氨苄西林）处理受体鼠，则会抵消FVT相关的有益影响。

2 研究背景

肥胖和T2D是当今世界人们所面临的一个共同的健康威胁。过去十年中，一些人类疾病与肠道菌群失调的关系越来越明确 (Maruvada et al., 2017)。值得注意的是，无菌小鼠并不能发生由饮食诱导的肥胖 (Backhed et al., 2007)，但当无菌小鼠暴露于来自肥胖的供体人群的FMT时，与暴露于来自瘦的供体人群的FMT的小鼠相比，它们的体重增加更明显 (Ridaura et al., 2013)。目前，尽管FMT的安全性在临床治疗中备受质疑，但FMT仍被广泛用于治疗复发性艰难梭状芽孢杆菌感染，并在代谢综合征方面表现出良好的治疗潜力。肠道病毒群落主要以原核病毒为主（又称噬菌体），是一类以细菌为宿主与细菌共生或裂解细菌的微生物群落。近些年来，越来越多的证据表明肠道病毒组在塑造肠道微生物群落结构和宿主代谢方面起着至关重要的作用。一项研究结果显示，对5例艰难梭状芽孢杆菌感染患者进行FVT，均较成功地消除了其疾病症状，并保持六个月之久 (Ott et al., 2017)。抗生素处理能改变肠道微生物的组成，但FVT能重建经抗生素处理的小鼠的肠道菌群。饮食诱导的肥胖小鼠是一种常见的代谢综合征动物模型（如肥胖，胰岛素抵抗或前驱糖尿病），作者提出假设：来自瘦且健康供体的FVT会改变肠道微生物的组成，直接或间接地改善与T2D和肥胖小鼠相关的疾病表型。

图1. FVT干预实验设计

3 动物实验设计与分组

基于此，作者实验设计及动物分组如下：

40只雄性 C57BL/6NTac随机分成五5组：

第一组：LF组（对照组）：低脂饮食；

第二组：HF组：高脂饮食；

第三组：HF+FVT组：高脂饮食+FVT；

第四组：HF+Amp+FVT组：高脂饮食+氨苄西林+FVT；

第五组：HF+Amp组：高脂饮食+氨苄西林。

每组小鼠用对应的饮食模式连续喂养13周，直到实验结束。

4 研究结果

4.1 FVT使小鼠体重增加降低并使血糖耐量正常

饮食诱导的肥胖小鼠进行FVT前后，每隔一周称量体重。在第一次FVT后的第四周和第六周发现，HF+FVT组和HF+Amp组小鼠的体重增长均显著低于HF组（图2A）。值得注意是，LF组和HF+FVT组小鼠的口服葡萄糖耐量试验（OGTT）无显著差异，而HF组小鼠的OGTT水平显著高于LF组和HF+FVT组（图2B），提示FVT干预能使HF+FVT组小鼠的血糖耐量恢复正常。

图2. （A）第一次FVT后2、4、6周的小鼠体重增加趋势，

（B）小鼠第一次FVT后第6周OGTT水平

此外，HF+Amp+FVT组小鼠的OGTT与HF组相当（p>0.999），表明Amp处理在破坏了HF+Amp+FVT组小鼠的肠道细菌组成的情况下，Amp抵消了FVT对HF+AMP+FVT组小鼠的影响。这说明FVT的“功效作用”是通过肠道微生物组成分的改变而发生的。

4.2 FVT提高了参与全身能量动态平衡基因的表达

选定一系列基因面板，这些基因面板靶向肝脏和回肠组织中与肥胖和T2D能量代谢有关，检测这些靶基因在HF+FVT组小鼠中的表达是否与HF组显著不同，而与LF组相似。

图3. 基因表达水平，（A）Ffar2Ileum，游离脂肪酸受体；（B）LeprLiver，瘦素细胞因子受体；（C）KlbLiver，β-克洛索；（D）Ppargc1aLiver，过氧化物酶体增殖物激活受体γ共激活剂1-α；（E）Igfbp2Liver，胰岛素样生长因子结合蛋白；（F）Socs3Liver，细胞因子信号转导抑制因子；（G）MycLiver，转录因子

如图3所示，选定一些具有代表性的参与全身能量稳态的基因。基因表达分析结果表明，FVT减弱了由高脂饮食造成的基因表达差异，朝着与健康的低脂饮食模式小鼠的基因表达谱非常相似的方向发展。与HF组小鼠相比，LeprLiver（瘦素信号转导）、Ffar2Ileum（短链脂肪酸受体）、KlbLiver（葡萄糖代谢）、Ppargc1aLiver（脂类分解氧化）及Igfbp2Liver（生长激素）的表达水平在HF+FVT组小鼠中显著升高，而Socs3Liver（瘦素信号转导）与转录因子MycLiver的表达水平显著降低。总的来说，除了Socs3Liver外，HF+FVT组小鼠的基因表达水平分别介于LF组和HF组小鼠之间。

4.3 FVT介导的肠道微生物组成的变化

测序结果显示，盲肠样本的16S rRNA基因拷贝数在1.46×1010~2.7×1010之间。LF组小鼠的细菌Shannon多样性指数显著高于HF组小鼠（p＜0.015），但却与HF+FVT组相似（p=0.816）。同样地，相较于HF组小鼠，HF+FVT组小鼠盲肠内容物的细菌Shannon多样性指数明显增加，但两者的结肠内容物Shannon多样性指数没有显著差异。HF+Amp组小鼠的Shannon多样性指数在所有实验组中最低，值得注意的是，FVT提高了HF+Amp+FVT组的Shannon多样性指数（p＜0.016）（图4A）。与FVT明显影响细菌群落不同的是，FVT对不同实验组的病毒群落的Shannon多样性指数无影响，但Amp处理却能显著增加病毒的Shannon多样性指数（p＜0.003）（图4B），可能是因为在抗生素选择压力下诱导产生了前噬菌体。

图4. 不同处理组小鼠盲肠内容物的细菌（A）和病毒（B）的

Shannon多样性指数

由图5可知，经Bray- Curtis 相异度量分析，正如HF+FVT组和HF组、HF+Amp+FVT组和HF+Amp组所呈现的一样，FVT显著影响了细菌（图5A，p＜0.003）和病毒（图5B，p＜0.001）的组成结构。结果表明，FVT受体小鼠的肠道微生物群与供体鼠的肠道微生物群并不完全相似，这表明只有部分的供体肠道病毒组在第一次FVT后六周在受体鼠中定植。此外，包括LF组与HF+FVT组在内（p＜0.001），所有实验处理组在病毒和细菌群落上均呈现出两两显著分离的趋势（p＜0.003）。总的来说，研究表明FVT干预显著影响并在一定程度上重塑了肠道微生物。

图5. 基于Bray- Curtis相异度的供体和处理组小鼠盲肠内容物的细菌（A）和病毒（B）群落主坐标（PCoA）分析

4.4 FVT介导了血浆代谢组变化

用非靶向UPLC-MS技术测定血浆样本的代谢组，分析FVT对宿主代谢组的影响，基于代谢组数据集建立PCA模型，比较LF组，HF组及HF+FVT组的代谢概况（如图6所示）。与其它测量方法基本一致，HF+FVT组小鼠的血浆代谢谱介于LF组和HF组小鼠之间。两两建立OPLS-DA模型，所有实验模型组（LF组和HF组、LF组和HF+FVT组、HF组和HF+FVT组）均有统计学意义（p＜0.025），正如三者的代谢谱所显示的一样是分离的。在所筛选的VIP评分＞2的特征中，只针对那些与相关基因表达有关和细菌/病毒丰度相关的特征进行下一步并以进行注释，所研究的特征主要包括饱和/不饱和溶血磷脂酰胆碱（LysoPC）和磷脂酰胆碱（PCs），而其它的研究特征包括各种氨基酸或无法鉴定的代谢物。

图6. 血浆的电喷雾电离（ESI）+超高效液相色谱-质谱（UPLC-MS）

的PCA分析图

5 讨论

本研究中，作者报道了用来自较瘦供体鼠的FVT到肥胖的受体鼠可缓解一些有害影响，如减缓体重增加，使血糖耐量正常。需要指出的是，作者在本研究中虽然把来自瘦供体鼠的FVT到受体鼠并积极地改变了其相关的表型，但不能据此论断：肥胖供体（或其他的供体表型）的病毒组移植会导致与该研究中观察到的受体表型类似的变化。事实上，HF+FVT组小鼠与LF组小鼠在口服葡萄糖耐量实验中表现出相同的反应，而在HF+Amp+FVT组却没有观察到类似的结果。由于Amp的处理，可能诱导产生了前噬菌体，这可能通过群落组成的改变和提高噬菌体的丰度达到可能触发炎症的程度而影响了HF+Amp+FVT组小鼠的OGTT反应。需要指出的是，在FVT处理过程中，没有对LF组，HF组以及HF+Amp组小鼠进行与FVT相同的溶媒灌胃处理，因此这三组受体鼠没有接受与HF+FVT组和HF+Amp+FVT组相同的应激源。但就全文来说，作者用FVT干预肥胖和T2D模型小鼠并初步显示出了良好的治疗潜力。虽然这仅是一项概念验证研究，但本研究强调了病毒组移植在改善和治疗疾病方面的潜在应用。

结论：将瘦表型小鼠的盲肠病毒群落移植给肥胖表型的小鼠，导致相较于瘦小鼠而言，肥胖小鼠的体重增加减慢，血糖参数恢复正常，这种效应可能是由于FVT介导的肠道微生物组改变导致。

References:

Backhed, F., J. K. Manchester, C. F. Semenkovich, and J. I. Gordon. 2007. Mechanisms underlying the resistance to diet-induced obesity in germ-free mice. Proc Natl Acad Sci U S A 104(3):979-984.

Maruvada, P., V. Leone, L. M. Kaplan, and E. B. Chang. 2017. The Human Microbiome and Obesity: Moving beyond Associations. Cell Host Microbe 22(5):589-599.

Ott, S. J., G. H. Waetzig, A. Rehman, J. Moltzau-Anderson, R. Bharti, J. A. Grasis, L. Cassidy, A. Tholey, H. Fickenscher, D. Seegert, P. Rosenstiel, and S. Schreiber. 2017. Efficacy of Sterile Fecal Filtrate Transfer for Treating Patients With Clostridium difficile Infection. Gastroenterology 152(4):799-811 e797.

Ridaura, V. K., J. J. Faith, F. E. Rey, J. Cheng, A. E. Duncan, A. L. Kau, N. W. Griffin, V. Lombard, B. Henrissat, J. R. Bain, M. J. Muehlbauer, O. Ilkayeva, C. F. Semenkovich, K. Funai, D. K. Hayashi, B. J. Lyle, M. C. Martini, L. K. Ursell, J. C. Clemente, W. Van Treuren, W. A. Walters, R. Knight, C. B. Newgard, A. C. Heath, and J. I. Gordon. 2013. Gut microbiota from twins discordant for obesity modulate metabolism in mice. Science 341(6150):1241214.

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